铅诱导蚕豆根尖细胞微核及染色体畸变的研究

摘要[目的]研究铅对蚕豆根尖细胞微核及染色体畸变的影响。[方法]用不同浓度的PbCl2溶液培养蚕豆种子，以蒸馏水培养作为对照，培养4～7 d时，每天随机取根尖固定、染色、压片后镜检，观察微核和染色体畸变，计算微核率和染色体畸变率。[结果] 培养第4～7天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率和染色体畸变率均极显著高于对照组，且Pb2+浓度越大，微核率和染色体畸变率越高。 [结论] Pb2+对蚕豆根尖细胞微核率和染色体畸变率有影响，其影响程度与Pb2+处理浓度和处理时间有关。

关键词 铅；蚕豆；微核；染色体畸变

中图分类号 S-3 文献标识码 A 文章编号 0517-6611（2017）27-0004-02

Abstract [Objective] The purpose was to study the effects of Pb2+ on the micronucleusn and chromosomal aberration of Vicia faba. [Method] Vicia faba seeds were cultured with PbCl2 solutions at different concentrations， and distilled water treatment as control. The root tips were fixed， dyed and squashed for microscopic examination， and micronucleusn and chromosomal aberration of root tip cells were calculated. [Result] When seeds were treated with 1.0×10-4-5.0×10-4mol/L Pb2+ from 4 days to 7 days，the micronucleusn and chromosomal aberration of Vicia faba increased successively with increasing Pb2+ concentration and treatment duration. [Conclusion] Pb2+ showed effects on the micronucleusn and chromosomal aberration Vicia faba in a doseand timedependent manner.

Key words Pb2+；Vicia faba；Micronucleusn；Chromosomal aberration

鉛及其化合物都有毒，会造成大气、土壤、水体的污染，是对人类和生物影响较大的重金属元素之一。铅是植物的非必需元素，当它与植物接触后就会对植物产生一定的毒害作用，轻则使植物体内的代谢过程发生紊乱致使生长发育受到抑制，重则导致植物死亡[1]。当铅进入植物体时，由于质膜是有机体与外界环境的界面，所以首先受到铅的毒害[2]。铅离子还可以通过质膜进入细胞，影响细胞内一系列生理生化过程，使新陈代谢紊乱[3]。例如，在铅胁迫下，光合系统和一些光合酶的活性以及叶绿素的合成受到影响，甚至叶绿体的结构遭到破坏，导致植物的光合作用降低[4-5]；铅又能损伤线粒体的结构，抑制根系多种脱氢酶等其他呼吸酶的活性，干扰植物的呼吸作用[1，6]；通过与蛋白质上—SH基团结合而破坏蛋白质结构，影响蛋白质活性，干扰N素代谢[7]；铅能造成植物体内超氧化物歧化酶（SOD）、过氧化物酶（POD）、过氧化氢（CAT）3种酶活性比的不平衡，引起生理生化过程紊乱，并最终导致植物的伤害[8]；铅与带负电荷的核酸结合引起染色体畸变、降低DNA和RNA活性，干扰核酸代谢[9]；铅还能通过拮抗作用导致植物体内元素失调，造成营养胁迫，间接地影响植物的生长发育[10]。笔者以蚕豆为试验材料，研究了铅对蚕豆根尖细胞微核率和染色体畸变率的影响，以期更好地探讨铅对植物的毒害机理。

1 材料与方法

1.1 材料

供试蚕豆品种为“成胡15”（Vicia faba，2n=12）。0.5%次氯酸钠（分析纯），北京北化精细化学品有限责任公司；PbCl2（分析纯），温州市化学用料厂。

1.2 试验方法

蚕豆种子经0.5%次氯酸钠表面消毒，蒸馏水洗净，分别在1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L PbCl2溶液中进行水培，蒸馏水培养作为对照。每组培养200粒蚕豆，每组用8个培养皿，每皿25粒，培养时间为7 d。培养4～7 d，每天定时从每组中随机取出两培养皿蚕豆，逐一测量根长，然后切取根尖，改良Carnoy’s固定液室温固定，0.1 mol/L 盐酸解离，改良苯酚品红染色，压片，Nikon FX-35WA光学显微镜下观察蚕豆根尖分生组织区细胞有丝分裂，每组观察8个根尖，每个根尖观察500个以上细胞（每组共观察 4 000个以上细胞），观察微核和染色体畸变，并计算微核率和染色体畸变率。用Origin软件分别对微核率和染色体畸变率进行t检验。

2 结果与分析

2.1 铅对蚕豆根尖细胞微核率的影响

微核存在于间期细胞中，有关研究表明，它是由于上一个细胞分裂周期产生的染色单体片段、落后染色体等类型的染色体畸变引起的。鉴别微核应遵循以下原则：①凡是主核大小的1/3以下，并与主核分离的小核即是微核；②微核着色与主核相同或稍深，并具有染色质颗粒；③微核形态可以是圆形、椭圆形或不规则形。

不同浓度铅处理对蚕豆根尖细胞微核率的影响如表1所示。培养第4天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率均极显著高于对照组，且Pb2+浓度越大，微核率越高，对照组的微核率为6.02‰，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率分别为14.40‰、2043‰和24.73‰。

培养第5天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率均极显著高于对照组，且Pb2+浓度越大，微核率越高，对照组的微核率为8.06‰，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率分别为16.18‰、21.43‰和31.44‰。

培养第6天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率均极显著高于对照组，且Pb2+浓度越大，微核率越高，对照组的微核率为9.21‰，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率分别为22.61‰、28.68‰和53.31‰。

培养第7天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率均极显著高于对照组，且Pb2+浓度越大，微核率越高，对照组的微核率为8.89‰，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的微核率分别为1702‰、18.77‰和46.89‰。

由此可见，铅对蚕豆根尖细胞微核率的影响具有明显的浓度效应。

2.2 铅对蚕豆根尖细胞染色体畸变率的影响

染色体畸变是指生物细胞中染色体在数目和结构上发生的变化，包括染色体数目变异和染色体结构变异：①对有丝分裂极化的影响，无极、二极、三极、多极等；②对染色体数目的影响，单倍体、二倍体、三倍体、多倍体，整倍体、非整倍体等；③对染色体形态的影响，染色体断片、落后染色体、染色体环、染色体桥、染色体黏连和液化等。

不同浓度铅处理对蚕豆根尖细胞染色体畸变率的影响如表2所示。培养第4天，1.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率显著高于对照组，2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率极显著高于对照组，Pb2+浓度越大，染色体畸变率越高，对照组的染色体畸变率为8.54%，10×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率分别为13.84%、14.58%和17.51%。

培养第5天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+處理组的染色体畸变率均极显著高于对照组，Pb2+浓度越大，染色体畸变率越高，对照组的染色体畸变率为8.44%，10×10-4、2.5×10-4、50×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率分别为1499%、18.75%和20.32%。

培养第6天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率均极显著高于对照组，Pb2+浓度越大，染色体畸变率越高，对照组的染色体畸变率为5.82%，10×10-4、2.5×10-4、50×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率分别为1750%、2796%和34.67%。

培养第7天，1.0×10-4～5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率均极显著高于对照组，Pb2+浓度越大，染色体畸变率越高，对照组的染色体畸变率为5.02%，1.0×10-4、2.5×10-4、5.0×10-4 mol/L Pb2+处理组的染色体畸变率分别为15.63%、2188%和32.03%。

由此可见，铅对蚕豆根尖细胞染色体畸变率的影响具有明显的浓度效应。

3 讨论

已有的研究结果表明，重金属进入植物体后主要积累在根部[11]，产生遗传毒害的时间主要是在细胞分裂间期的DNA和染色体复制过程中。Pb2+是生物的非必需元素，也是毒性较强的诱变剂。Pb2+以一种可交换的形式取代或置换Ca2+，并与细胞膜表面的—SH基结合，阻止Ca2+的跨膜内流，使钙调素（CaM）和Ca-ATP酶不能被激活[12]。进入细胞的Pb2+还能与带负电的核酸结合，降低RNA和DNA的活性，引起核酸裂解并影响到细胞有丝分裂过程[13-14]。在该试验中，微核率和染色体畸变率都随着Pb2+浓度的增大而升高，具有非常显著的浓度效应，染色体畸变有断片、染色体桥、落后染色体、染色体多极分裂和染色体环等多种形式，其中染色体断裂是不可逆的重度毒害作用，进而可诱导细胞凋亡[15-16]。微核的形成途径有2条：一条途径是由于前一分裂周期G2期后产生的染色体断片在分裂过程中不能与正常染色体协调活动，在进入间期时，即被排斥于核外形成的；另外一条途径是由于各种形式的落后染色体、未及中板集合染色体以及染色体分组造成的。染色体畸变的产生可能有以下3条途径：一是由于药物直接作用于DNA分子，造成DNA断裂损伤，从而引起染色体畸变；二是由于药物干扰了DNA、蛋白质合成或者RNA转录，结果使与染色体运动有关的物质不能形成，由此形成染色体畸变；三是药物通过干扰某些损伤的正常修复过程，阻止染色体在正常情况下的重建从而形成新的重接，出现染色体桥、环、断片之类的重排。

4 结论

Pb2+对蚕豆根尖细胞微核率和染色体畸变率有影响，其影响程度与Pb2+处理浓度以及处理时间有关，随着处理浓度的增大和处理时间的增长，微核率和染色体畸变率都有非常显著的提高。

参考文献

[1] YANG S H，QU Z X，WANG H X.The migration and accumulation of lead in rice and its influence on the growth[J].Acta Ecol Sin，1986，6（4）：312-322.

[2] REN A Z，GAO Y B，LUI S.Effects of Cr，Cd and Pb on free proline content etc in leaves of Brassica chinensis L.[J].Chin J Appl Environ Biol，2000，6（2）：112-116.

[3] QIN T C，WU Y S，WANG H X.Effects of cadium，lead and their interactions on the physiological and biochemical characteristics of Brassica chinensis[J].Acta Ecol Sin，1994，14（1）：46-50.

[4] PENG M，WANG H X，WU Y S.Ultrastructural changes induced by cadmium and lead in corn seeding cell[J].China Environ Sci，1991，11（6）：426-431.

[5] YANG D H.The effects of heavy metal on the structure and function of photosynthetic membranes in higher plants[J].Chin Bull Bot，1991，8（3）：26-29.

[6] ZHOU H，QU Z X，WANG H X.The migration and accumulation of lead in several crops and its influence on their growth[J].Acta Sci Circum，1983，3（3）：222-233.

[7] VAN ASSCHE F，CLIJSTERS H.Effects of metal on enzyme activity in plants[J].Plant Cell Environ，1990，13：195-206.

[8] 任安芝，高玉葆，劉爽.青菜幼苗体内几种保护酶的活性对Pb、Cd、Cr胁迫的反应研究[J].应用生态学报，2002，13（4）：510-512.

[9] ZHANG Y X.Toxicity of heavy metals to Hordeum vulgare[J].Acta Sci Circum，1997，17（2）：199-211.

[10] KOEPPE D E.Lead：Understanding the minimal toxic of lead in plants[M]//LEPP N W.Effect of heavy metal pollution on plants.New Jersey：Applied Science，1981：55-57.

[11] CHAKRAVARTY B，SRIVASTAVA S.Toxcity of some heavy metals in vivo and in vitro in Helianthus annus[J].Mutation Res，1992，283（3）：287-294.

[12] 文充镒.钙与钙调素[M].北京：化学工业出版社，1989：63-164.

[13] DEGRAEVE N.Carcinogenic，teratogenic and mutagenic effects of cadmium[J].Mutation Res，1981，86（2）：115-135.

[14] KAZANTZIS G.Mutagenic and carcinogenic effects of cadium[J].Toxicol Environ Chem，1984，8（2）：267-278.

[15] HARTWELL L H，WEINERT T A.Checkpoints：Controls that ensure the order of cell cycle events[J].Science，1989，246：629-633.

[16] PAULOVICH A G，HARTWELL L H.A checkpoint regulates the rate of progression through S phase in S.cerevisiae in response to DNA damage[J].Cell，1995，82（5）：841-847.

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